DNA損傷測試盒說明書
彗星法
一、測定原理：
DNA 在自由基（如·OH）的攻擊下容易發生損傷，即脫氧戊糖遭到破環，磷酸二脂鍵的斷裂，堿基的破環或脫落，便可進一步產生單鏈斷裂或雙鏈斷裂。將細胞固定于低熔點瓊脂糖中，取少量細胞涂在載玻片上，用堿高鹽溶液破壞細胞膜，再用堿溶液使 DNA 分子解旋。將載玻片置于電泳液中，在電場的作用下，DNA 分子向陽極移動。如果 DNA 損傷嚴重， 碎片多，則電泳速度快。未受損傷的 DNA 大分子則由于細胞膜的阻隔，滯留在原處。用 PI 染色或銀染，可觀察到 DNA 受損的細胞形同彗星現象，作定性分析。也可用相關的軟件作定量分析。
二、試劑盒組份：
| 組份 | 20T | 儲存條件 |
| Lysis Bufffer | 100ml | 4℃保存 |
| DMSO | 8ml | 4℃保存 |
| 正常熔點瓊脂糖 NMA | 30mg | 4℃保存 |
| 低熔點瓊脂糖 LMA | 30mg | 4℃保存 |
| Propidium Iodide （PI） | 400μl | 4℃避光保存 |
三、所需儀器及自備試劑：
低速離心機、水平電泳儀、熒光顯微鏡、37℃和 45℃恒溫水浴箱、載玻片、蓋玻片、平皿、微量移液器、1.5ml Microtube、0.4mmol/L Tris-HCl（pH7.5）緩沖液、PBS
四、注意事項：Propidium Iodide（PI）和EB有毒，操作時要戴手套。
五、操作步驟：
1、細胞用冰冷的 PBS 洗一次，離心收集，用 PBS 重懸使其密度為 1×10^6 個/ml；
2、鋪膠：下述各濃度瓊脂糖凝膠均用 PBS 配制，
第 1 層凝膠的制備：將載玻片的磨砂面向上，45℃預熱，將預熱 45℃的 100μl 的 0.5%正常熔點瓊脂糖（NMA）鋪于載玻片上，蓋上干凈的蓋玻片，再置 4℃ 下 10min 使 NMA 凝固。
第 2 層凝膠的制備：將 10μl 細胞（約 104 個）和 75μl 的 0.7%低溶點瓊脂糖 LMA（在 37℃ 下水浴加熱至少 20min 使之完全溶化）混合均勻。然后，輕輕揭去蓋玻片，迅速將含細胞的 LMA 滴到第 1 層瓊脂糖上，立即蓋上另一干凈蓋玻片，置 4℃10min 使第 2 層 LMA 凝固。
第 3 層凝膠的制備：第 2 層 LMA 凝固后，在室溫下小心移去蓋玻片，滴加預熱 37℃的75μl 的 0.7%低溶點瓊脂糖 LMA，如上蓋上蓋玻片 4℃下凝固（第三層覆蓋第二層周圍 0.5mm，增加凝膠化作用時間至 30min，高濕度環境）。
3、細胞裂解：移去蓋玻片，將玻片置于平皿中，倒入預冷的 Lysis Bufffer（使用前每 9ml 加入 1ml 的 DMSO），4℃裂解 1～2h，取出載玻片用 PBS 漂洗。
4、DNA 堿解旋：將載玻片置于水平電泳槽。倒入新配制的堿性電泳緩沖液（用戶自備 1mmol/L EDTA，300mmol/L NaOH），約覆過載玻片膠面 0.25cm 左右，室溫放置 20～ 60min,以便使 DNA 在堿性條件下解螺旋和產生堿易變性區段，使 DNA 斷鏈在電場中易于遷移。
5、單細胞電泳：在電壓 25V，電泳 20～30min，電壓、電流可用改變緩沖液面高低來調節。
6、中和與染色：電泳后將載玻片置于平皿內。加入 0.4mmol/L Tris-HCl（ph7.5）緩沖液，將載玻片沒入，4℃中和三次，每次 10min，棄去 Tris-HCl 緩沖液，每載玻片加 20μl 的 PI 染液或 EB 染液，蓋上蓋玻片，避光染色 10min。
7、觀察、拍照和分析：熒光顯微鏡 515～560nm 波長的激發光、PI 染色的 DNA 圖象呈紅色，EB 染色的DNA 圖象呈桔紅色，可清楚地觀察到核DNA 和遷移的DNA（即慧星尾）。每個樣本隨機選擇100 個細胞，測定核DNA 直徑和DNA遷移的長度，可并用相應的軟件分析。
DNA 損傷按慧星尾部 DNA 量占全部 DNA 量的比例分為 5 級：
0 級： ＜ 5% 無損傷；
1 級： 5 ～20% 輕度損傷；
2 級： 20～40% 中度損傷；
3 級： 40～95% 高度損傷；
4 級： ＞ 95% 重度損傷。
